Dr. José Iván Sánchez Betancourt
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, UNAM, FES-C, CIBIOR IMSS.
Dra. Ma. Elena Trujillo Ortega
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, UNAM, FES-C, CIBIOR IMSS.
Dra. Susana Mendoza Elvira
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, UNAM, FES-C, CIBIOR IMSS.
Dr. Julio Reyes Leyva.
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, UNAM, FES-C, CIBIOR IMSS.
El Rubulavirus porcino es el causante de la Enfermedad del Ojo Azul y pertenece a la familia Paramyxoviridae, en la que se incluyen virus que producen infecciones neurológicas y sistémicas, como el virus del sarampión, el del moquillo canino, el de la enfermedad de Newcastle (aviar) y el virus de la parotiditis humana, mostrando mayor similitud con éste último (Ramírez 1997).
En la actualidad en algunas granjas porcinas de Jalisco, se presenta signología clínica respiratoria y nerviosa en animales mayores de 90 días de edad (Sánchez et al., 2004), es decir, un patrón nuevo en comparación con el observado en años anteriores.
Los primeros brotes de la enfermedad (Stephano, 1982) se caracterizaron por la presentación de signos nerviosos con elevada mortalidad (80-90%) en lechones de 2 a 15 días de edad. La afección nerviosa se presentaba en dos formas: en algunos casos los lechones parecían clínicamente sanos y súbitamente quedaban postrados lateralmente, en otros casos,losanimalesafectadosmostrabansignos nerviosos progresivos. En los cerdos mayores de 30 días de edad los signos clínicos eran menos comunes y más discretos, con baja o nula mortalidad (Stephano, 2000; Taylor, 1999).
El virus se transmite a otros animales por la aspiración de microgotas contaminadas cuando éste es eliminado a través de descargas nasales (Collier y Oxford, 2000; Iorio et al., 1986; Bowden et al., 2001), siendo la ruta natural de infección la nasofarínge. Cuando la gota es muy grande queda atrapada en la mucosa oronasal y el virus busca una célula susceptible para replicarse, cuando las gotas son muy pequeñas el virus ingresa con la aspiración y se localiza en los conductos aéreos inferiores (Collier y Oxford, 2000). Durante la fase de viremia el virus se transporta asociado a eritrocitos y monocitos, lo que le permite producir una infección sistémica y replicarse en sitios inmuno privilegiados de órganos linfáticos y reproductores (Reyes-Leyva, 2004; Hernández et al., 1998).
Patogenia
El ciclo biológico de los rubulavirus incluye las fases de reconocimiento, adsorción a la superficie celular, fusión de membranas, penetración a la célula, desnudamiento, transcripción, replicación del genoma, ensamble y liberación de viriones. La partícula viral se adsorbe a la membrana de la célula por medio de la proteína HN, que reconoce un receptor específico, generalmente glicosilado, posteriormente un cambio conformacional de la proteína HN activa a la proteína F, que expone un dominio altamente hidrofóbico mediante el cual fusiona las membranas celular y viral, siendo la proteína HN la responsable del reconocimiento de la célula blanco, así como de la inmonogenicidad del virus.
Control
Para el control o eliminación de la Enfermedad del Ojo Azul son necesarias varias acciones que dependerán del tipo de granja. En el pie de cría es necesario no mezclar animales de diferentes corrales, eliminar cerdos que presenten la signología clínica característica, evaluar a todos los sementales de la granja y eliminar aquellos que sean positivos a la enfermedad serológica o clínicamente, utilizar inseminación artificial por lo menos por seis semanas, intensificar el diagnóstico de gestación, con machos y ultrasonido en todas las hembras, incrementar el número de servicios en la medida que se incrementen las repeticiones, cerrar la granja por lo menos durante 16 semanas (Campos y Carbajal, 1992).
En el área de lactancia es necesario evitar el estrés, reducir el manejo de animales, no mezclar lechones, mantenerlos secos y a la temperatura adecuada, de acuerdo a su edad, sacrificar a lechones enfermos, manejar las salas “todo dentro – todo fuera”, lavar y desinfectar, salas y corrales, cuando salgan todos los animales (Campos y Carbajal, 1992).
En el sitio dos y tres es necesario evitar el hacinamiento, cuidar la temperatura de acuerdo a la edad, cuidar la ventilación, no mezclar animales de diferentes edades u origen, actuar de forma inmediata en caso de que exista otra enfermedad (Campos y Carbajal, 1992).
Para prevenir la enfermedad se han desarrollado diversas vacunas, en una de ellas se utilizó Rubulavirus porcino inactivado y se determinaron los niveles de anticuerpos en los animales vacunados, mediante la prueba de sueroneutralización; mediante el desafío se comprobó que hubo el 71% de protección, conferida a través del calostro, en cerdos destetados a los 4, 28 y 38 días de edad provenientes de las hembras vacunadas; mientras que el 100% de los hijos de las hembras no vacunadas murieron al ser desafiados
(Fuentes et al. 1994).
Otro tipo de vacunas se han generado con la implementación de técnicas moleculares, en donde Zenteno- Cuevas (1997) identificó los epítopes específicos de la proteína HN del Rubulavirus porcino, que fueron incorporados a la proteína OmpC de Salmonella typhi y expresados en bacterias Escherichia coli para posteriormente ser evaluados en ratones y conejos; estos antígenos recombinantes generaron una respuesta de anticuerpos capaces de reconocer y bloquear la actividad de la proteína HN y en consecuencia la actividad citopática del Rubulavirus.
Seroprevalencia de la Enfermedad del Ojo Azul
La Enfermedad del Ojo Azul se ha mantenido desde 1980 en el centro de México, en los primeros años se aisló el Paramixovirus de Ojo Azul (POA) de diferentes brotes en los estados de Michoacán, Jalisco y Guanajuato. La enfermedad se diseminó rápidamente a los estados de Querétaro, Estado de México y Distrito Federal, debido a la intensa movilización de cerdos; sin embargo, la evidencia serológica indicó la presencia de anticuerpos contra el Paramixovirus del Ojo Azul en cerdos reproductores y en animales menores a 45 días de edad, en al menos 16 estados de la República Mexicana (Fuentes et al., 1992). Estudios realizados para determinar la prevalencia de la EOA en el año 2004 han reportado una prevalencia promedio de 8%; resultando los estados más afectados: Michoacán, Campeche, Colima, Guanajuato, Quintana Roo y Zacatecas con prevalencias del 20 al 30% (rojo), mientras que Jalisco, estado de México y Sonora tuvieron prevalencias más bajas del 10 al 19% (amarillo) (Milián et al., 2004).
Mutaciones Virales
Debido a la variabilidad clínica observada a través de los años en los diferentes brotes del Rubulavirus porcino se obtuvieron 7 aislamientos virales a lo largo de 19 años y se secuenció el gen hemaglutinin neuraminidasa para ser comparado con la secuencia LPM, reportada por Sundqvist et al., 1992. Los cuales fueron los siguientes (Tabla 1).
Al comparar los 1728 nucleótidos correspondientes al ORF del gen HN de cada uno de los aislamientos,se identificó que el virus PAC2 presentó 20 mutaciones con respecto al virus LPM; el virus PAC3 tiene 24 mutaciones, PAC4 presentó 2 mutaciones (Tabla 2). El virus PAC6 y PAC7 presentan 22 mutaciones en las mismas posiciones; el virus PAC8 presenta 20 mutaciones y el virus PAC9 presentó 21 mutaciones con respecto al virus de referencia (Tabla 2). El número de mutaciones con respecto a los virus heterólogos se incrementa, es decir, los virus aislados en los años 90’s con respecto a los virus aislados en el año 2000 presentan de 20 a 30 mutaciones. Los virus con mayor diferencia son PAC6 y PAC7 cuando son comparados con la secuencia del virus PAC3, los cuales presentan 30 mutaciones diferentes.
Cambios en el Potencial Electrostático (Carga eléctricaviral)
Los cambios de aminoácidos generados por las mutaciones nucleotídicas se encontraron en una zona de alta variabilidad constituida por los residuos 511-514; los virus LPMV, PAC4 y los virus CI-CIV (obtenidos del GenBank) poseen una secuencia de aminoácidos AIGE; los virus PAC2 y PAC3 poseen ATGE, en donde los virus PAC6, PAC7, PAC8 y PAC9 presentan SIGK en la misma región. La mutación E514K modifica notablemente las propiedades del potencial electrostático en la proteína PAC9. Lo cual genera una carga positiva que afecta a los residuos D475 al V492, modificando la carga de residuos conservados T489 y V486.
La figura que se encuentra en la columna del lado izquierdo es la estructura secundaria de la proteína HN. El resto de las imágenes corresponden a la estructura terciaria representando el potencial electrostático de las moléculas HN de los virus LPM, PAC3 y PAC9. Las flechas señalan los cambios de aminoácidos entre las diferentes moléculas las cuales cambian de carga. Positiva (azul), Negativa (roja) y neutra (blanca). Realizado con el programa DeepView 3.7.
De los 12 virus alineados genómicamente (incluyendo cuatro más encontrados en el GenBank) aislados a lo largo de 19 años, seis de esos virus presentan siete mutaciones (V252I, N264T, L450R, G456E, S484I, T500I y T526A) en sitios antigénicos de la proteína HN del virus LPM (Zenteno-Cuevas et al., 2007). Una de las sustituciones de aminoácidos (V252I y N264T) está localizada dentro de un epítome altamente inmunogénico constituido por los residuos 251−267 (YVATRSETDYYAGNSPPQ) (Zenteno-Cuevas et al., 2007). Este resultado sugiere que las mutaciones V252I y N264T presentes en los virus PAC6−PAC9 pueden estar asociadas con la variabilidad antigénica.
También los cambios en los aminoácidos A511S y E514K presentes en los virus PAC6−PAC9, que juntos generan el incremento de carga positiva de la proteína HN, pueden incrementar la neurovirulencia de este subgrupo viral, ya que una mutación similar E335K que también ocurrió en un sitio de accesibilidad del virus de las paperas en humanos (únicos Rubulavirus en la filogenia viral), ha sido implicada en el incremento de la neurovirulencia y de la actividad neuraminidasa de variantes del virus de la parotiditis humana (Reyes-Leyva et al., 2007).
Con todo lo ya mencionado se puede afirmar que el subtipo viral que se encuentre en la granja generará signología clínica nerviosa o no; por otro lado los resultados de las pruebas de laboratorio que detectan anticuerpos, pueden ser menos específicas cuando se confrontan con un subtipo viral diferente o heterólogo.
Porcentaje de protección de los anticuerpos PAC4 hacia virus heterólogos.
Se obtuvieron anticuerpos específicos a partir de la inmunización de cerdos con los virus PAC4 y PAC9, se diluyeron a concentraciones específicas (unidades de anticuerpos) y posteriormente se confrontaron contra cada uno de los virus a una concentración de 300DICC 50% en células Vero por 24 repeticiones. Los resultados de esta prueba indican que los anticuerpos generados por el virus PAC4 a 8UA protegen el 100% contra sí mismo y protegen un 75% contra los virus PAC2, PAC6, PAC8 y PAC9 A 32 UA.
Porcentaje de protección de los anticuerpos PAC9 hacia virus heterólogos.
Los anticuerpos generados por el virus PAC9 protegen un 100% contra los virus aislados en el año 2000 a 2003 (PAC6, PAC8 y PAC9) a partir de una concentración de anticuerpos de 16 unidades. Contra los virus PAC2 y PAC3 confieren una protección del 83% y contra el virus PAC4 del 91%.
Conclusiones
1. Existen cambios genómicos en los diferentes aislamientos virales del Rubulavirus porcino, los cuales generan cambios de aminoácidos, identificando 3 grupos virales:
Grupo 1. LPM y PAC4
Grupo 2. PAC2, PAC3
Grupo 3. PAC6, PAC7,
PAC8 y PAC9.
2. Los cambios de aminoácidos que modifican el potencial electrostático de la glicoproteína HN, son los causantes de las variantes antigénicas de los Rubulavirus porcino secuenciados.
3. La eficacia de las vacunas contra el Rubulavirus porcino, dependerá del antígeno que contenga, y de la capacidad de éste para generar anticuerpos que protejan contra virus heterólogos.
4. El diagnóstico de la enfermedad deberá realizarse con PCR o mediante serologías, confrontando los sueros de granja con los tres aislamientos virales y si es posible algún virus obtenido de la región.
Artículo publicado en Los Porcicultores y su Entono Septiembre- Octubre
