Herramienta Imprescindible en la Vigilancia de la Salud Intestinal de la Parvada
Dr. Marco Antonio Juárez Estrada
Mvz Epa Esteban Hernández Whisnant
Dr. Fabio Luis Gazoni
Debido a que la coccidiosis aviar se considera un factor de riesgo importante, es fundamental comprender el proceso de infección por Eimeria spp. en las parvadas de pollo de engorda con la finalidad de controlar su salud intestinal. En este contexto, una de las preguntas más frecuentes que se formulan los productores de pollo de engorda que tienen o han tenido problemas de enteritis en las aves atribuidos a estas infecciones por coccidia es: ¿Cuál es el método de muestreo de ooquistes de Eimeria spp. de mayor confiabilidad para el diagnóstico/ estudio epidemiológico de la coccidiosis aviar en campo?
Posiblemente la respuesta más acertada es que en el diagnóstico/epidemiología de la coccidiosis aviar en las granjas de pollo de engorda no existe un método de diagnóstico o muestreo/cuantificación único que sea el “mejor” para todos los objetivos que se plantean al momento de abordar el diagnóstico o los estudios de seguimiento epidemiológico de la coccidiosis aviar en campo. La confiabilidad del método utilizado para el muestreo depende de determinar si la prioridad es verificar la presencia/prevalencia a nivel del lote estudiado, identificar las especies involucradas o bien cuantificar con precisión el nivel de carga parasitaria en un momento determinado del ciclo.
Una decisión inicial debe clarificar lo que se busca, ya que con base en el objetivo del estudio (diagnóstico, especiación, epidemiología, presión de infección, ensayo de aditivos, etc.) se determina qué tipo de las tres posibles muestras a analizar se deben recolectar. Por ejemplo, si se desea detectar el nivel de infección/ciclaje de ooquistes de Eimeria spp. dentro de una parvada, una de las muestras de elección es la cama (las heces con ooquistes se integran a la cama), este tipo de muestra tiene la ventaja de que nos muestra el potencial de infección real en el momento del muestreo con base a la cantidad de ooquistes por gramo de muestra que se encuentran ya esporulados (el ooquiste esporulado es la fase infectante del parásito en su ciclo monogénico).
Los conteos de cama presentan menor variabilidad en periodos más amplios del ciclo (1-2 semanas de infección) cuando se comparan con los conteos de heces frescas de las aves, desafortunadamente las muestras de ooquistes de cama difícilmente representan la carga parasitaria real del momento en que se toma la muestra, esto debido a que como los ooquistes eliminados por las aves permanecen en la cama y ésta contiene muchos factores negativos que dañan la integridad del ooquiste (amoniaco, amonio, exceso de humedad, enzimas proteolíticas de las bacterias fecales que dañan la pared del ooquiste y los zoitos internos, etc.), por lo cual usualmente la cantidad cuantificada es menor a la cantidad de ooquistes que realmente se eliminaron, aun cuando estamos determinando un acumulado, lo cual puede generar un sesgo significativo en la interpretación de la presión de infección real por coccidia en la caseta.
Figura 1. Muestreo en ZigZag dentro de la caseta, colectar heces sospechosas no únicamente heces con sangre, 40-50 muestras (2-3 g/muestra), es importante HOMOGENEIZAR cada pool de muestras.
En tanto que la selección como muestra de las heces frescas contribuye a detectar picos de ooquistes eliminados en periodos muy cortos, este tipo de muestreo por ejemplo ayuda en el seguimiento del reciclamiento en la cama de las vacunas de ooquistes vivos (en este caso, las heces frescas son la muestra de elección). El patrón de eliminación de ooquistes determinado en heces frescas es muy sensible y específico, ya que determina el estado epidemiológico de una infección en el momento en que se toma la muestra (de allí la recomendación de su elección como principal fuente de muestreo actual) (Parent et al., 2018; Snyder et al., 2021). Una precaución por tomar es considerar que este tipo de muestra puede presentar mayor variabilidad en la cuantificación de los ooquistes a lo largo de la caseta (de allí la gran importancia de elegir el método correcto de muestreo a partir del plano longitudinal de la caseta).
El tercer espécimen para muestrear es el ave misma, específicamente su tracto gastrointestinal. Después de la eutanasia y la necropsia sistemática y por medio de un raspado intestinal se obtiene información del estado real de infección en las aves seleccionadas (si la muestra es representativa es un indicador muy confiable del estado de la infección en todas las aves de esa misma caseta) (Gazoni et al., 2025), adicionalmente se puede determinar de forma arbitraria una escala del nivel de carga parasitaria (escala ordinal 0-4) ajustando metodológicamente las variables técnicas del análisis de ooquistes presentes en la mucosa intestinal (micro cuantificación de ooquistes) con la finalidad de disminuir los factores aleatorios que pueden alterar los resultados observados. El monitoreo directo de raspados intestinales es un método muy valioso para el diagnóstico in situ, estudios epidemiológicos transversales (e.g. incidencia temporal de especies específicas en la parvada, detección de resistencias a los anticoccidiales usados en la parvada, falta de cobertura de las especies de Eimeria contenidas en la vacuna utilizada), o bien en estudios epidemiológicos de cohorte retrospectivo que generan información muy valiosa a lo largo de los años (Gazoni et al., 2024).
Esta metodología es muy útil ya que al poder correlacionar la carga parasitaria in situ con el grado de daño patológico observado en el momento del muestreo (calificación del grado de severidad de la infección con base a la magnitud del daño patológico observado, escala de Johnson & Reid, 1970) y darnos un perfil del estado real de la infección obtenemos un panorama más completo del estado de la infección en las aves analizadas, desafortunadamente se requiere del sacrificio humanitario o eutanasia de cierta cantidad de aves para determinar un nivel apropiado de confiabilidad, esto implica tres aspectos a considerar: I) La condicional moral y ética de tener que sacrificar seres vivos, II) El aspecto económico, ya que las aves sacrificadas se deben considerar como parte de la mortalidad, y III) Tiene que ver con el grado de uniformidad y acuerdo en el criterio de interpretación de los operarios que estarán efectuando el monitoreo de coccidia directamente en campo.
La capacitación uniforme de los operarios es imprescindible y extremadamente importante, ya que como los resultados del análisis están sujetos directamente a la interpretación del operario, esto conduce a un factor condicionante de un posible error en la interpretación de los resultados por parte de terceros, esto debido al nivel de subjetividad involucrada, tanto en la obtención de las muestras y manipulación del raspado, como en la interpretación de la micro cuantificación de ooquistes y la calificación de las lesiones observadas in situ (Gazoni et al., 2025). Desafortunadamente, el abordaje puntual de esta metodología está fuera del alcance del presente escrito, por lo cual deberá abordarse en otro espacio.
Los métodos de almacenaje temporal de las muestras de heces frescas o cama estan condicionados por el momento en que éstas se analizarán en el laboratorio, usualmente el almacenaje de las heces frescas se realiza de forma directa en contenedores como frascos, bolsas Ziploc o tubos, los cuales se mantienen en refrigeración (4°C) hasta el momento de su procesamiento en el laboratorio por un periodo no mayor a tres días, las muestras de heces frescas se pueden diluir en solución salina fisiológica y refrigerar por el mismo periodo (hay que considerar el factor de dilución primaria, 1:10), o bien diluirlas en dicromato de potasio o clorhexidina (1:5- 1:8) si se van a analizar en un periodo mayor a 3 pero menor a 7 días, no es recomendable efectuar estudios de análisis en muestras de más de 7 días de almacenaje ya que pueden dar resultados variables que usualmente subestiman la cantidad real de ooquistes en campo (Snyder et al., 2021).
El método de cuantificación por flotación está sujeto al tipo de muestra obtenida, la cual puede ser por pool (muestra única) donde se mezclan todas las muestras individuales obtenidas (Long & Rowell, 1975; Snyder et al., 2021), o bien muestras individuales contenidas en contenedores únicos (Hodgson, 1970; Haug et al., 2006,2008), la elección de ambos tipos de muestras se determina con base al estudio a efectuar y los recursos de equipo, tiempo y operarios con los que cuenta el laboratorio donde se efectuará el estudio de detección y cuantificación de ooquistes.
El estándar de cuantificación por flotación es la metodología Weybridge, la cual específicamente utiliza la cámara de McMaster, esta metodología se utiliza en todos los laboratorios de parasitología del mundo desde la década de los años 70´s del siglo pasado y la descripción para su desarrollo e interpretación en el laboratorio se puede encontrar por doquier (Parent et al., 2018). El método de muestreo sistemático a partir de muchos puntos diferentes de la caseta es estándar para estudios de diagnóstico/epidemiología a nivel de las parvadas de pollo de engorda, y, de acuerdo con la edad de las aves, la cantidad de muestras y el volumen de cada una, el sesgo espacial se reduce significativamente. El muestreo sistemático se ha agrupado en patrones de recolección en forma de ZigZag o W a lo largo de la caseta (Figura 1), o bien en puntos específicos de cuadrantes predeterminados que consideran el área total del galpón, la disposición del equipo y la densidad de las aves (Figura 2).
Figura 2. Plano del galpón de pollos mostrando los puntos de muestreo indicados del 1 al 10 en cada cuadrante (n=62), Long & Rowell (1975).
Es importante puntualizar que con base en la signología de la enfermedad es preferible la recolección de heces frescas que presenten cierto grado de variación en su consistencia o apariencia física (heces mucosas, inconsistentes, descoloridas, con grumos, con secreciones mucoides o heces con presencia de sangre), esto con relación a la apariencia normal de las heces de las aves. La hora del día, la hora de la comida (antes o después de comer), o el periodo posterior a una infección afectan significativamente los conteos de ooquistes, por lo que la estandarización del tiempo para la recolección sistemática de la muestra a lo largo del ciclo es esencial (Laverty et al., 2020). Después de comer (cuando las aves están activas y eliminan excretas) es un momento óptimo para asegurar heces frescas y representativas de la carga real de Eimeria spp. en el intestino y sacos ciegos, es recomendable efectuar el muestreo en las primeras horas de la mañana (7:00 a 9:00 am).
Dentro de los métodos de muestreo que se han empleado consuetudinariamente en la industria avícola, está el propuesto por Long y Rowell (1975) para muestras de cama; el cual con adaptaciones a diversos entornos ha sido uno de los de mayor uso en los estudios de diagnóstico/epidemiología de la coccidia en pollos de engorda (Moreno & Ibarra, 2002). En su implementación sistemática Long y Rowell (1975) examinaron muestras de cama a lo largo de un ciclo de pollo de engorda en cuatro periodos, cuando las aves tenían aproximadamente 2 a 3 semanas, 4 a 5 semanas, 6 a 7 semanas y 8 a 9 semanas de edad. Tomaron un puñado de cama superficial (lo que cabe en un puño humano) de cada una de 62 posiciones preestablecidas (Figura 2), y éstas se colocaron en una bolsa tipo Ziploc. Para elegir las posiciones de su muestreo, mismas que se muestran en la Figura 2, el galpón se dividió en seis secciones de dimensiones idénticas; se tomaron diez muestras de cada sección y dos muestreos adicionales efectuados cada uno cerca de los extremos de la caseta.
Las diez posiciones de muestreo dentro de cada sección se eligieron sistemáticamente en lugar de hacerlo de forma aleatoria por dos razones principales. Primero, un procedimiento verdaderamente aleatorio, que implicará la elección de la posición a muestrear mediante la selección aleatoria de pares de coordenadas dentro de la caseta, presentaría grandes dificultades si este tipo de selección se empleara de forma rutinaria, especialmente dentro de las casetas de granjas comerciales modernas. En segundo lugar, si se detectaran desviaciones de la aleatoriedad en la distribución de ooquistes en la cama superficial, las posiciones de muestreo deberían elegirse en función de cómo podrían surgir dichas desviaciones. Por lo tanto, Long y Rowell (1975) decidieron elegir primariamente las diez posiciones de colecta de muestra dentro de cada sección para permitir evaluar las posibilidades de diferencias en la distribución de heces en la cama cerca de las criadoras, comederos, bebederos o las paredes. Los resultados preliminares de esta propuesta indicaron que los ooquistes se distribuían de forma relativamente uniforme en la cama y que solo se necesitaban unas pocas muestras si se aceptaban estimaciones aproximadas del número más probable de ooquistes presentes dentro del galpón.
Por lo tanto, en un ensayo de validación de esta metodología de muestreo Long & Rowell (1975) tomaron muestras mediante un procedimiento más sencillo, solo a partir de cuatro posiciones por cuadrante en lugar de seis. Se seleccionaron puntos aproximadamente en el centro de cada uno de los cuadrantes, sin tener en cuenta la presencia de criadoras, comederos o bebederos. En cada punto, recogieron cuatro puños de cama por cada bolsa Ziploc, cada puñado procedente de uno de los cuatro sitios: de un área de patio delante o un patio atrás del cuadrante, y de un patio a la izquierda o un patio a la derecha del cuadrante (Figura 3). Cada muestra se agitó y se colocó en la bolsa Ziploc para su posterior análisis en el laboratorio. De este modo, se tomaron cuatro muestras de cuatro patios de cada caseta (n=16 por muestreo) en cada uno de los cuatro periodos del ciclo de pollo de engorda. El examen de laboratorio de muestras de cama para la detección de ooquistes de Long & Rowell (1975) consistió en tomar una submuestra de 10 gramos de cama de la bolsa de plástico, esta se colocó en un frasco con 100 ml de agua potable (1:10) y se dejó remojando toda la noche a 4°C.
Figura 3. Plano del galpón de pollos mostrando los puntos de muestreo * (n=16), Long & Rowell (1975).
Después, la muestra se homogeneizó durante 2 a 3 minutos y la mezcla se vertió en un recipiente a través de un tamiz (tamaño de malla ~300 μm). Tras agitar, el filtrado se vertió en un tubo de centrífuga de 15 mL. Los ooquistes se separaron por centrifugación a 300 x g 10 minutos, se eliminó el sobrenadante y se añadió solución saturada de NaCl (SSS densidad ~ 1.28), esta se mezcló con el pellet. El sobrenadante con pequeñas partículas de residuos y abundante pigmento oscuro se descartó. Se añadió más SSS al tubo para mantener el volumen original y se mezcló mediante inversión repetida. Posteriormente, se tomó una porción y con una pipeta Pasteur se vertió en ambas celdas de la cámara de McMaster. Después de dejar que los ooquistes flotaran (2 a 3 minutos), se contaron todos los ooquistes en el área delimitada de cada celda (0.15 mL) (con número excesivo de ooquistes se contaron solo dos de las doce divisiones). Los conteos se multiplicaron por 67 (100 x 100/15 x 1/10) para calcular el número de ooquistes por gramo de cama. Es probable que algunos ooquistes se eliminaran con los restos al tamizar la mezcla, por lo que probablemente se subestimó el número presente en la cama.
Sin embargo, la muestra original de la cama, que se toma de la superficie, en el mejor de los casos, puede proporcionar un indicador que solo abarca el número de aves presentes en toda la caseta; si las estimaciones se consideran desde esta perspectiva, entonces el sesgo al que se acaba de hacer referencia debería tener poca importancia. En la propuesta original de muestreo de Long & Rowell (1975) se evaluó el recuento de ooquistes por gramo de cama superficial en 62 posiciones (Figura 2) a lo largo de los cuatro periodos de edad evaluados. Los análisis estadísticos (ANOVA, pruebas no paramétricas) no revelaron efectos posicionales significativos relacionados con la sección, criadoras, comederos, bebederos o paredes, lo que respalda el supuesto asumido de una distribución aleatoria de ooquistes debido a la distribución uniforme de las aves y su actividad constante de rascado.
Sin embargo, se produjo una variación sustancial, probablemente debido a los niveles de infección de cada ave. Los datos se transformaron logarítmicamente para estabilizar la varianza (Hodgson, 1970) que aumentó con la magnitud del recuento. La variación fue mayor a las 2 semanas de edad (varianza 0.990) y disminuyó en edades posteriores (0.064–0.097). El método de muestreo simplificado utilizando cuatro muestras agrupadas por galpón y 4 muestras por área de patio (Figura 3) mezclando múltiples muestras en una sola bolsa produjo estimaciones muy variables, lo que puso de manifiesto las dificultades de un adecuado mezclado de la muestra. La varianza entre muestras fue más alta en las aves jóvenes (<3 semanas) pero se estabilizó posteriormente conforme las aves fueron mayores de edad (0.06).
Con base en esto, cuatro muestras por caseta arrojaron un error potencial de hasta el 76%, lo que sugiere que, si bien son suficientes para detectar grandes tendencias relacionadas con la edad, se requiere una cantidad mucho mayor de muestras para obtener estimaciones de mayor precisión. Ahora bien, de acuerdo con Long & Rowell (1975) su método simplificado mostró ser más consistente que el muestreo basado en heces frescas individuales originalmente planteado por Hodgson (1970). Sin embargo, la variación entre casetas fue sustancial, lo que subraya la necesidad de efectuar una replicación apropiada de casetas en estudios comparativos (sustratos, anticoccidianos, aditivos, vacunas, etc.). Los hallazgos de Long & Rowell (1975) respaldan la estrategia de muestreo aleatorio sistemático, pero recomiendan posiciones ampliamente dispersas como punto de partida, advierten sobre el manejo de grandes volúmenes de muestra (una sola bolsa Ziploc por caseta) debido a las dificultades de mezclado apropiado), y resaltan la importancia de considerar la variabilidad relacionada con la edad en el recuento de ooquistes.
En cuanto al recuento de ooquistes a partir de la cama, al no poder confirmar que el método de muestreo propuesto proporcione más que una estimación aproximada del recuento de ooquistes en la capa superficial de la cama, más bien, Long & Rowell (1975) lo consideraron un indicador del total de ooquistes acumulados en la cama de la caseta hasta el momento en que hace el muestreo. En contraste, el método de Hodgson (1970) modificado y validado estadísticamente más tarde por Anita Haug et al. (2006), estima el número de ooquistes excretados por las aves de forma individual en un momento determinado del ciclo (el del muestreo), lo que puede servir como un indicador confiable de la presión de infección real determinado directamente a partir de las aves muestreadas. Si bien los cambios en la intensidad de la presión de infección en las aves deberían reflejarse en cambios correspondientes en el conteo de ooquistes en la cama, estos suelen alcanzar su pico más tarde. El método de Long & Rowell (1975) a partir de la cama es más fiable que el de Hodgson (1970), pero no puede considerarse totalmente preciso a menos que el muestreo sea significativamente extenso.
Figura 4. Excreción de ooquistes en heces frescas de programas convencionales (anticoccidiales en alimento) y libres de antibióticos (vacunadas) en parvadas de pollos de engorda, Parent et al., 2018. Poult Sci. 97:2740-2744.
Sin embargo, muchos problemas prácticos en la investigación de la coccidiosis implican efectos de magnitud muy grande, y para tales fines limitados, el método de Long & Rowell (1975) ofrece suficiente precisión sin requerir un número excesivo de muestras. Sin embargo, si una investigación requiere examinar las heces de muchas casetas, este análisis sería aún mucho más laborioso si se necesitaran examinar también numerosas muestras de cada caseta. Mediante la recolección sistemática de muestras a intervalos predefinidos, se han buscado patrones de excreción específicos de cada parvada para obtener información detallada sobre la cronología y la abundancia de Eimeria spp. bajo determinados programas de control (Parent et al., 2018; Snyder et al., 2021).
Recientemente, Snyder et al. (2021) basado en sus propios hallazgos y los obtenidos previamente por Parent et al. (2018) propuso modificaciones prácticas a la cantidad de muestras propuesta originalmente por Long & Rowell (1975). Por ejemplo, Parent et al. (2018) utilizaron un solo pool de 20 a 25 muestras de heces frescas distribuidas uniformemente a lo largo de la caseta y que fueron recolectadas de acuerdo con el esquema de muestreo propuesto originalmente por Long & Rowell (1975), sus resultados son muy significativos bajo este esquema de muestreo (Figura 4). Snyder et al. (2021) en su estudio comparativo de programas de prevención anticoccidial (químicos/ ionóforos o vacunas vivas) realizaron la recolección manual de 40 muestras de heces frescas (agrupadas en una sola muestra) por caseta, utilizando una ruta estandarizada para el muestreo dentro de la caseta (Figura 3).
El recolector recorrió la caseta cuatro veces (4 cuadrantes), recogiendo 10 muestras por vez (n=40) (excluyendo cama), siguiendo senderos equidistantes (Figura 3). Obtuvieron muestras de heces y contenido cecal. Las muestras se colocaron en un frasco de plástico de boca ancha de 236 ml (8 oz) o en una bolsa (Ziploc). Snyder et al. (2021) recolectaron muestras de cada parvada una vez por semana (cada 7 días), comenzando al día 7 y hasta las 5 semanas de edad, con un total de 5 muestras por parvada. En cada granja solo se muestreó una caseta, las muestras se almacenaron a 4°C hasta su envío. Las muestras frescas se transportaron al laboratorio en una nevera portátil con una bolsa de hielo. Si no se disponía de refrigerador en la granja, se añadía un volumen premedido de conservante de blanqueador casero diluido 1:50, a las heces (aprox. 1:1 v/v), y se mezclaba para reducir el crecimiento bacteriano (concentración final de hipoclorito de sodio; 500 ppm).
Las muestras se almacenaron a 4°C en el laboratorio durante no más de 7 días después de la fecha de recolección antes de su procesamiento. Las muestras de heces frescas se procesaron para el recuento de OPG con una cámara McMaster de acuerdo con lo descrito anteriormente por Long & Rowell (1975). Hodgson en 1970, analizó 100 muestras individuales de heces en parvadas de pollos de engorda para determinar intervalos de confianza del 95% para el recuento de OPG, concluyó que el recuento de OPG basado en 40 muestras de heces representaría con precisión el nivel de infección por coccidias experimentado por una parvada a una edad determinada. Hodgson sugirió también que 50 muestras de heces proporcionarían una estimación confiable de la cantidad de OPG en una parvada de 2,000 o más pollos de engorde (Figura 1).
De acuerdo con estudios preliminares de metodología de muestreo hechos por Snyder et al. (2021) y los resultados de Parent et al. (2018) (n=20- 25), 50 muestras de heces podrían ser innecesarias para generar datos representativos en la mayoría de las situaciones de campo. La uniformidad del crecimiento de los pollos de engorde y la consistencia del ambiente en los galpones durante las cinco décadas transcurridas desde el estudio de Hodgson (1970) hacen posible que la agrupación (pool) de una cantidad moderada de heces sea apropiada para determinar el recuento de ooquistes en cada parvada. El estudio y método de muestreo (n=40) empleado por Snyder et al. (2021) se diseñó para comprender la situación actual de los patrones epidemiológicos del ciclo de vida de los ooquistes de Eimeria spp. en lotes de pollos de engorda convencionales (medicados) y vacunados (vacuna viva) (Figura 5). Los patrones de ciclo observados (Figura 5) proporcionan un punto de referencia útil para identificar patrones de ciclo deseables en la producción avícola futura, donde el uso rutinario de antimicrobianos se habrá eliminado en muchas partes del mundo
Figura 5. (A) Datos de 42 parvadas (25 instalaciones) con un programa de vacunación. B) Datos agregados de 53 parvadas (de 22 instalaciones) con un programa de medicación anticoccidial. Se expresa la media de OPG ± SEM para cada semana de edad, la mediana de OPG, la media de las parvadas de verano y las de invierno. Snyder et al. 2021.Poult Sci. 100:110-118.
El estudio de Snyder et al. (2021) mostró que los lotes vacunados presentaron una producción de ooquistes constante y temprana, que se resolvió mucho antes de la quinta semana de producción. A medida que la cuota de mercado de la producción alternativa libre de antibióticos promotores de crecimiento (APC) siga creciendo, será prudente que la industria aprenda las mejores prácticas de manejo de los productores que han tenido éxito en la cría de pollos vacunados libres de antibióticos, y de los estudios diseñados para investigar alternativas a éstos. Mientras la industria avícola se prepara para la eliminación de los APC, tanto en los lotes alternativos como en los convencionales se deberán seguir monitoreando las infecciones por Eimeria spp. con la finalidad de disminuir la amenaza asociada a enteritis necrótica y promover la salud intestinal integral de las aves.
Podemos concluir que los estudios confiables de diagnóstico/epidemiología de Eimeria spp. en pollos de engorda se pueden lograr mediante el establecimiento de un muestreo aleatorio sistemático y validado estadísticamente en campo a partir preferiblemente de muestras de heces frescas (n=40-50/caseta), las cuales se deben analizar por medio de flotación cuantitativa (técnica de Weybridge) para determinar la cantidad más probable de OPG de las aves analizadas, estudio que se puede complementar con un método clásico de análisis morfométrico (medición de ancho, largo e índice de forma de los ooquistes), y en la medida de lo posible integrar al estudio de diagnóstico/epidemiológico un ensayo molecular (e.g. determinación genética de la secuencia ITS-1, 18S rRNA o COX-1) para la identificación específica de las especies de coccidia aviar involucradas (Ogedengbe et al., 2018).
Artículo publicado en “Los Avicultores y su Entorno Abril Mayo 2026“
