MVZ. Victor Manuel Carrera Aguirre.
Jefe de Distrito Porcinos Sur.
[email protected]
MVZ. Jesús Antonio Sanchez Sosa.
Jefe de Distrito Porcinos Norte.
MVZ. Jesús Munguía Rosas.
Gerente Unidad de Negocios Porcinos.
La clasificación del serotipo de Glaesserella parasuis [Dickerman et., al. 2020] antes llamada Haemophilus parasuis que causa la Enfermedad de Glässer pretende ser un indicador de virulencia y patotipo, además es crucial para los programas de vacunación y el desarrollo de nuevos biológicos. Se considera una de las infecciones bacterianas más prevalentes durante la etapa de destete, y el hecho de medicar regularmente para controlarla está empezando a ser una preocupación.
INTRODUCCIÓN
La enfermedad de Glässer, se caracteriza por neumonía, meningitis, artritis, poliserositis y septicemia. Estos brotes han provocado una grave letalidad y problemas económicos a nivel mundial [Wang et al., 2017]. Se han reportado 15 serotipos de G. parasuis, pero también una gran cantidad de aislamientos no tipificables y estos poseen amplias diferencias en la virulencia [Kielstein y Rapp-Gabrielson, 1992]. Sin embargo, la diversidad de los serotipos ha obstaculizado la protección cruzada eficaz con las vacunas actuales que dan como resultado tratamientos antimicrobianos como primera línea de defensa contra la enfermedad [Oliveira y Pijoan, 2004].
Las vacunas inactivadas de G. parasuis se usan ampliamente en la actualidad. Generalmente todas las vacunas comerciales de G. parasuis son vacunas inactivadas, además de las vacunas monovalentes, se dispone de vacunas multivalentes que incluyen varios serotipos. Por lo general, este tipo de vacunas ofrecen un nivel bajo de protección cruzada y son más eficaces contra serotipos homólogos porque producen altos niveles de anticuerpos neutralizantes [Macedo et al., 2015; Oh et al., 2013; Li et al., 2015] Por tanto, la serotipificación de G. parasuis es muy importante, no solo para la investigación epidemiológica, sino también proporciona información importante para la selección de vacunas comerciales.
TÉCNICAS DE IDENTIFICACIÓN
El G. parasuis es un patógeno muy diverso y se han descrito 15 serotipos mediante la Prueba de Precipitación en Gel de Agar (AGPT) y la Hemaglutinación Indirecta (IHA) [N. Macedo et. al. 2019; Turni y Balckall, 2005]. Estos métodos de serotipificación se basan en reacciones entre antígenos de superficie, como los polisacáridos capsulares y antisueros. A pesar de que el serotipado tradicional es el método más comúnmente utilizado para caracterizar G. parasuis, hay un número considerable de aislamientos que no puede ser serotipificados. El progreso en los métodos moleculares ha llevado a la creación de una PCR multiplex de serotipado [N. Macedo et. al. 2019; Howell et al., 2015; Lacouture et al., 2017]. Esta PCR utiliza unos cebadores específicos basados en variaciones de los loci de la cápsula, específicas para cada serotipo, capaces de discriminar 14 de los 15 serotipos de G. parasuis.
La diferencia más notable entre el uso de la PCR y la IHA, es que el número de cepas que no se pueden tipificar (cepas que no pueden ser serotipadas por el uso de antisueros 15-41%) se reduce significativamente con esta técnica, lo que confirma una reducción importante en comparación con los métodos convencionales [N. Macedo et. al. 2019; Howell et al., 2015; Lacouture et al., 2017].
La prueba de ERIC-PCR está basada en la amplificación de secuencias de consenso enterobacterial repetitivo intergénico y la prueba de PCR con la cual se amplifica un fragmento de 821 pb de la región que codifica para el ARN 16s.Se ha mostrado que la ERIC-PCR es eficaz para clasificar diferentes especies bacterianas y para discernir entre las cepas de una misma especie, mientras que la prueba de PCR que amplifica un fragmento de 821 pb detecta al G. parasuis de muestras clínicas y define la prevalencia de las infecciones.
La técnica de ERIC- PCR nos permite diferenciar entre las cepas aisladas de una misma granja, esto es importante ya que con esto se podrá realizar posteriormente estudios sobre la epidemiología en granjas de todo el país [Montelongo et., al. 2005].
DISTRIBUCIÓN
La mayoría de los estudios epidemiológicos sobre G. parasuis se realizan mediante serotipificación. La relación entre el serotipo y la virulencia no está clara y la protección cruzada entre diferentes serotipos y el mismo serotipo es variable [Zhang et., al. 2012].
La identificación de serotipos de G. parasuis tiene aplicaciones prácticas en la epidemiología local y global, así como la cuantificación de serotipos que están causando un solo brote y relacionar el vínculo entre cepas particulares con las que se encuentran en otros puntos geográficos. No existe asociación directa entre genotipo y serotipo.
Los aislamientos del mismo serotipo pueden incluir diferentes cepas, mientras que las cepas con genotipos idénticos pueden diferir con respecto a sus serotipos (Turni et al., 2010).
La gravedad de la enfermedad de Glässer está asociada al estado inmunológico del hato. No hay certeza de qué factores son responsables de los diferentes grados de virulencia de esta bacteria (Kielstein y Rapp-Gabrielson 1992).
Los factores de virulencia de las cepas del género Pasteurellaceae que colonizan el tracto respiratorio superior son la cápsula, los perfiles proteicos de la proteína de membrana, las fimbrias y los lipopolisacáridos.
Se han realizado varios estudios para identificar los perfiles de prevalencia en todo el mundo. El serotipo 4 se identificó como el más dominante, cabe mencionar que este serotipo fue asociado como uno de los principales serotipos que causaron las epidemias más recientes en China durante el 2018 [Fuente: Pereira et., al 2017; Zhao et., al. 2018].
En el Laboratorio de Diagnóstico Veterinario de la Universidad Estatal de Iowa (ISU VDL), Estados Unidos, se analizaron un grupo de 216 cepas de G. parasuis aisladas de muestras porcinas, solo tres aislamientos (0,5%) no fueron tipificables mediante PCR de serotipado, lo que confirma una reducción importante en comparación con los métodos convencionales (15-41%). Los serotipos 4 (24%), 7 (16,7%), 1 (14,8%), 2 (13,4%), 5/12 (13%) y 13 (10,2%) fueron los más identificados, seguidos por los serotipos 14 (5,6%) y 6 (0,9%).
Estos serotipos también se han identificado comúnmente en campo en los Estados Unidos, Canadá, Europa y China [N. Macedo et. al. 2019].
SEROPREVALENCIA GLOBAL DE G. PARASUIS
La prevalencia de G. parasuis ha aumentado en todo el mundo. De acuerdo a la serovigilancia global de G. parasuis, se han identificado los siguientes serotipos:
Distribución de serotipos de Haemophilus parasuis en diferentes países o regiones.
COMENTARIOS
El control de G. parasuis requiere un enfoque multifacético. El primer paso es caracterizar los aislamientos encontrados en cerdos enfermos. El monitoreo de la presencia de serotipos de G. parasuis en granjas es esencial para el control de la enfermedad. La PCR de serotipificación será de utilidad, en particular, para la selección de serotipos patógenos para ser incluidos en vacunas comerciales. La distribución y prevalencia de los serotipos y genotipos de Haemophilus parasuis, puede variar considerablemente de una región a otra y con el tiempo, dentro de una región determinada.
En el continente Americano el Serotipo 4 (Tadjine et., al. 2004) es el más prevalente. La orientación de la vacunación para esta enfermedad en México, podría estar dirigida hacia este serotipo.
Una vacuna inactivada de serotipos 4 y 5 de G. parasuis proporciona una protección completa contra el desafío de los serotipos 4 y 5, y proporciona una protección parcial contra el desafío de los serotipos 13 y 14.
La distribución de serotipos en el hato, es un factor importante para delinear estrategias de vacunación y desarrollos de vacunas dirigidas a la prevención y control de la enfermedad de Glässer.
† Prueba de inmunodifusión en gel (GID); prueba de hemaglutinación indirecta (IHA); mPCR (reacción en cadena de la polimerasa de serotipado molecular)
‡ No tipificable
§ Reacciones cruzadas ignoradas
Fuente: (Lin et al. 2018; Blackall, Rapp-Gabrielson & Hampson, 1996; Cai et al., 2005; Castilla et al., 2012; Del Rio, Gutierrez & Rodriguez Ferri, 2003; Dijkman et al., 2012; Howell et al., 2015; Kielstein & Rapp-Gabrielson, 1992; Luppi et al., 2013; Ma et al., 2016; Oliveira, Blackall & Pijoan, 2003; Rapp-Gabrielson & Gabrielson, 1992; Rubies et al., 1999; Tadjine et al., 2004)
REFRENCIAS BIBLIOGRAFICAS
1) Dickerman A, Aloka B. Bandara and Thomas J. Inzana. Phylogenomic analysis of Haemophilus parasuis and proposed reclassification to Glaesserella parasuis, gen. nov., comb. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2020;70:180–186.
2) Kielstein P, Rapp-Gabrielson VJ. 1992. Designation of 15 serovars of Haemophilus parasuis on the basis of immunodiffusion using heat-stable antigen extracts. Journal of Clinical Microbiology 30:862–865.
3) Li, X.H., Zhao, G.Z., Qiu, L.X., Dai, A.L., Wu, W.W., Yang, X.Y., 2015a. Protectiveefficacy of an inactive vaccine based on the LY 02 isolate against acute Haemophilus parasuis infection in piglets. BioMed Res. Int. 11 (4), 649878,http://dx.doi.org/10.1155/2015/649878.
4) Lin WH, Shih HC, Lin CF, et al. Molecular serotyping of Haemophilus parasuis isolated from diseased pigs and the relationship between serovars and pathological patterns in Taiwan. PeerJ. 2018;6:e6017. Published 2018 Nov 29. doi:10.7717/peerj.6017.
5) Macedo, N., Rovira, A., Torremorell, M., 2015. Haemophilus parasuis: infection,immunity and enrofloxacin. Vet. Res. 46, 128.
6) Montelongo V1, Pijoan C4, Vargas, A, Pérez Ma. L, Sánchez A, Hernández B-E, Nahar, A, Cibrián, A, Oliva D, García A, Sagahun, A, Alcántara T., Ciprián A, Mendoza S1. Estudio de la Enfermedad de Glässer causada por Haemophilus parasuis en México con la Técnica ERIC-PCR Congreso AMVEC 2005.
7) Tadjine M, Mittal KR, Bourdon S, Gottschalk M. Development of a new serological test for serotyping Haemophilus parasuis isolates and determination of their prevalence in North America. J Clin Microbiol. 2004;42(2):839-840. doi:10.1128/jcm.42.2.839-840.2004.
8) N. Macedo, D Tucker, M Gottschalk, T Pereira M Maria José Caracterización de aislamientos de campo de Haemophilus parasuis en cerdos enfermos mediante PCR de serotipado https://www.3tres3.com/print/40803
9) Oliveira S, Pijoan C. 2004. Haemophilus parasuis: new trends on diagnosis, epidemiology and control. Veterinary Microbiology 99(1):1–12 DOI 10.1016/j.vetmic.2003.12.001.
10) Oh, Y., Han, K., Seo, H.W., Park, C., Chae, C., 2013. Program of vaccination andantibiotic treatment to control polyserositis caused by Haemophilus parasuis under field conditions. Can. J. Vet. Res. 77 (3), 183–190.
11) Pereira Daniele A., Filipe A. Dalla Costa, Lívia B. Ferroni, Carolina N. Moraes, Ruben P. Schocken-Iturrino, Luís G. Oliveira. The challenges with Glässer’s disease in technified pig production. Austral Journal of Veterinary Sciences i 49, 63-69 (2017).
12) Turni C, Pyke M, Blackall PJ. 2010. Validation of a real-time PCR for Haemophilus parasuis. J Appl Microbiol 108, 1323-1331.
13) Wang Z, Zhao Q, Wei H, Wen X, Cao S, Huang X, Wu R, Yan Q, Huang Y, Wen Y. 2017. Prevalence and seroepidemiology of Haemophilus parasuis in Sichuan province, China. PeerJ 5:e3379 DOI 10.7717/peerj.3379.
14)Zhang B, He Y, Xu C, Feng S, Liao M, et al. 2012. Cytolethal distending toxin (CDT) of the Haemophilus parasuis SC096 strain contributes to serum resistance and adherence to and invasion of PK-15 and PUVEC cells. Vet Microb 157, 237-242.
15) Zhao Y, Qin Wang, Jie Li, Xiaohuan Lin, Xianhui Huang and Binghu Fang Epidemiology of Haemophilus parasuis isolates from pigs in China using serotyping, antimicrobial susceptibility, biofilm formation and ERIC-PCR genotyping. 2018 PeerJ, DOI 10.7717/peerj.5040.
Artículo publicado en Los Porcicultores y su Entorno Enero-Febrero 2021
