Metapneumovirus aviar, ¿qué es, cómo se presenta y qué efecto tiene sobre mis aves?
DVM. Javier Sanz Corella,
Corporate Group Product Manager.
Poultry Business Unit Hipra. España.
www.hipra.com
Informes juan.gonzalez@ hipra.com
El pneumovirus aviar o metapneumovirus aviar (aMPV) es un virus RNA monocatenario, no segmentado, sentido negativo, miembro de la subfamilia Pneumovirinae, englobado en la familia Paramyxoviridae (Gough, 2003), agente causal de la Rinotraqueítis infecciosa de los pavos (TRT) y del Síndrome de la Cabeza Hinchada (SHS) en pollos de engorde, ponedoras y reproductores.
Sólo se ha identificado un único serotipo, si bien se han diferenciado 4 subtipos mediante el análisis de la secuencia nucleotídica de la proteína de unión (G) (Juhasz & Easton, 1994) y pruebas de neutralización con anticuerpos monoclonales (Collins et al., 1993; Cook et al., 1993).
La transmisión es horizontal, por contacto directo o indirecto con partículas elimi- nadas en aerosol por las aves enfermas (Jones et al., 1986; Cook et al., 1991; Panigrahy et al., 2000; Alkhalaf et al., 2002). La seroprevalencia en aves de producción es alta, aunque en pollos no siempre vaya acompañada de síntomas clínicos (O’Brien 1985; Hafez and Löhren 1990; Owoade et al. 2006).
El Metapneumovirus aviar se replica en tracto respiratorio superior en aves de cualquier edad desde el momento del nacimiento (Hafez 1993; Cook 2000) y en el tracto reproductivo tras una fase de viremia. En pavos el virus puede llegar hasta pulmones, y sacos aéreos en menor cantidad, y a ovarios en pavas reproductoras.
Está asociado con las células de los epitelios ciliados de los cornetes nasales y tráquea, provocando una deformación y pérdida de los cilios en estas áreas lo cual facilita una mayor penetración de agentes secundarios (Majó et al. 1996) que complican y agravan el proceso patológico. 24 horas post infección podemos detectar el virus en la cavidad nasal y tráquea, donde la máxima cantidad de virus se obtiene entre los 3 y los 6 días post infección. El virus puede ser aislado de la cavidad nasal hasta los 14 días post inoculación, mientras que si utilizamos PCR puede ser detectado hasta los 17 días post inoculación (Jing et al. 1993).
La aparición de síntomas clínicos, se manifiesta tempranamente en pavos, y en pollos, ponedoras o reproductoras en función de diversos factores (presión de campo, problemas de manejo, falta de bioseguridad, situaciones estresantes, problemas sanitarios…).
Los signos clínicos se caracterizan por un cuadro respiratorio, generalmente limitado al tracto respiratorio superior (tráquea y cornetes nasales). Estos síntomas se pueden caracterizar por estornudos, tos, descarga nasal, conjuntivitis y senos edematosos. La infección causada por aMPV favorece el establecimiento y manifestación de infecciones respiratorias secundarias, como se ha demostrado con varios patógenos respiratorios (Naylor et al., 1992; Van de Zande et al., 2001; Marien et al., 2005; Van Loock et al., 2006). Así pues, el cuadro clínico clásico se puede ver complicado con infecciones bacterianas secundarias, habitualmente, E. coli, O. rhinotracheale… etc., suponiendo un agravamiento del cuadro clínico y una gran pérdida económica, debido al incremento del gasto en tratamientos y al empeoramiento de los índices productivos (índice de conversión, mortalidad, peso medio).
Las reproductoras y ponedoras también son susceptibles de sufrir una replicación viral a nivel del oviducto tras una fase de viremia, sufriendo caída de la puesta, y afectación de la calidad de la cáscara del huevo, también podemos llegar a identificar sintomatología nerviosa, tortícolis y opistótonos, sobre todo en reproductoras pesadas, debido a infecciones bacterianas ascendentes desde el oído medio, que producen una osteomielitis del cráneo.
Las infecciones secundarias y las condiciones de manejo inapropiadas son determinantes para la grave- dad de los casos. En todas las aves de producción, el estrés productivo supone un factor desencadenante de la mayoría de los cuadros clínicos, subida a pico en ponedoras y reproductoras, siendo este momento el más habitual en la aparición de casos clínicos.
DIAGNÓSTICO
El diagnóstico clínico no es 100% fiable, sólo puede ser utilizado como una guía de aproximación al diagnóstico definitivo, es habitual encontrar situaciones en las que las infecciones producidas por aMPV generan cuadros clínicos que pueden ser confundidos con pasteurelosis, coriza infecciosa, cuadros de influenza de baja patogenicidad, en definitiva con casi cualquier enfermedad de tipo respiratoria.
El diagnóstico definitivo deberá alcanzarse mediante la interpretación de pruebas laboratoriales, principalmente serología y diagnóstico molecular, si bien, último puede ser complicado debido al breve periodo en el que podemos localizar el virus en el tejido y la baja sintomatología que manifiestan durante estos momentos (Baxter-Jones & Jones, 1989; Alexander 1991; Majó et al. 1995).
Nuestra experiencia en México es que la existencia del aMPV es amplia y genera problemas mayoritariamente de tipo respiratorio, que habitualmente son diagnosticados como otras enfermedades que hasta el momento tenían mayor visibilidad para el veterinario o productor, en gran parte por la falta de medios diagnósticos. Desde el año 2014 nos hemos empeñado en brindar el soporte diagnóstico a nuestros clientes, hemos realizado un total de 137 tarjetas FTA analizadas entre marzo de 2014 hasta Mayo de 2017, sobre casos con sintomatología compatible con aMPV, los resultados muestran una importante presencia del virus tanto en ponedoras, pollos y reproductoras. Los resultados arrojan un 53,28% de tarjetas FTA negativas frente a un 46,71% positivas.
Tabla 1. Resultados de diferentes lotes de reproductoras y ponedoras, de diferentes zonas de México:
5s* | 12s | 13s | 20s | 22s | 27s | 28s | 36s | 38s | 44s | 45s | 48s | 53s | 59s | |
Amean | 2.015 | 252 | 4.180 | 13.020 | 2.669 | 17.085 | 6.033 | 9.151 | 2.868 | 12.474 | 12.729 | 6.838 | 1.747 | 13.547 |
Max | 8.258 | 508 | 7.700 | 33.319 | 8.243 | 27.402 | 15.446 | 25.013 | 6.044 | 31.458 | 29.230 | 21.550 | 18.327 | 23.854 |
Min | 639 | 112 | 1.403 | 1.550 | 316 | 1.078 | 1.621 | 527 | 1.276 | 1.644 | 1.747 | 916 | 5 | 1.448 |
s*- Semanas de edad
Desde el análisis de los resultados serológicos los lotes de reproductoras y ponedoras muestran seropositividad alrededor de la semana 10-12 con variaciones del título en función de la situación geográfica de la granja, el punto más importante de los resultados serológicos a las 10-12 semanas es el contacto heterogéneo con el virus existiendo aves con títulos muy altos frente a otras negativas, esto supone un riesgo en la fase de traslado ya que las gallinas con un contacto importante durante la cría mostrarán tan sólo sintomatología respiratoria (aunque pueda existir una caída de la puesta derivada del descenso del consumo de agua y alimento), mientras que las aves que no tuvieron ningún contacto mostrarán sintomatología respiratoria y reproductiva en producción, ya que la primera infección se producirá en las granjas de producción. Tabla 1. Gráfico 1.
Como referencia mostramos resultados reales obtenidos entre febrero de 2016 y mayo 2017, en aves no vacunadas, analizados en el laboratorio del servicio “Diagnos Hipra México” con el kit ELISA CIVTEST TRT:
Los niveles de referencia para el kit ELISA CIVTEST TRT
Los títulos positivos se consideran aquellos por encima de 196 unidades ELISA, sin embargo habitualmente es necesario alcanzar títulos de más de 2000 unidades ELISA en aves no vacunadas para que se produzcan desde pérdidas económicas leves hasta graves.
CONCLUSIONES
El control del Metapneumovirus aviar no tiene que ser excesivamente complicado, si bien lo más complicado es convencer de la necesidad de considerarlo una enfermedad con la importancia que realmente tiene. No monitorear los lotes de aves, no reaccionar a tiempo cuando se observa una variación en los seroperfiles, no considerar el Metapneumovirus como un agente causal de importantes pérdidas económicas, no pueden ser opciones en la avicultura actual.
REFERENCIAS
• ALKAHALAF, A. N., HALVORSON D. A. and SAIF Y. M. (2002): Comparison of Enzyme-Linked Immunosorbent Assays and Virus Neutralization test for detection of antibodies to avian pneumovirus. Avian Disease. 46, 700-703.
• ALEXANDER, D.J. 1991. .Avian Pneumovirus.. A: Diseases of poultry ed. per B.W. Calnek, H.J. Barnes, C.W. Beard, W.M. Reid and H.W. Yoder. 9th edition, IOWA, Iowa State University Press, 669-673
• AUNG, Y. H. (2007). Comparison of the pathogenesis and immune responses following avian Metapneumovirus subtype A and B infection in broiler-type chickens. INAUGURAL DISSERTATION zur Erlangung des Grades eines. DOKTORS DER VETERINÄRMEDIZIN durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
• BAXTER-JONES, C.; JONES, R.C. 1989. .Laboratory investigations with Tturkey Rhinotracheitis Vi rus: virus isolation maintenance and serology.. A recent advances in turkey science ed. per C.Nixey and T.C. Grey. London: Poultry Science Symposium series no 21, 225-233
• CATELLI, E., CECCHINATO, M., SAVAGE, C.E., JONES, R.C and NAYLOR, C.J. (2006). Demonstration of loss of attenuation and extended field persistence of a live avian metapneumovirus vaccine. Vaccine, 24:6476-6482
• COLLINS, M. S., GOUGH R. E. and ALEXANDER D. J. (1993): Antigenic differentiation of avian pneumovirus isolates using polyclonal antisera and mouse monoclonal antibodies. Avian Pathology. 22, 469-479.
• COOK, J. K. A. (2000): Avian Rhinotracheitis. Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 19 (2), 602-613
• COOK, J. K. A., ELLIS M. M. and HUGGINS M. B. (1991): The pathogenesis of turkey rhinotracheitis virus in turkey poults inoculated with the virus alone or together with two strains of bacteria. Avian Pathology. 20, 155-166.
• COOK, J. K. A., HOLMES H. C., DOLBY C. A., FINNEY P. M., ELLIS M. M. and HUGGINS M. B. (1989): A live attenuated turkey rhinotracheitis virus vaccine: 2. The use of the attenuated strain as an experimental vaccine. Avian Pathology. 18, 523-534.
• COOK, J. K. A., JONES B. V., ELLIS M. M., JING L. and CAVANAGH D. (1993): Antigenic differentiation of strains of turkey rhinotracheitis virus using monoclonal antibodies. Avian Patho- logy. 22, 257-273.
• ENTERRADOSSI, N., TOQUIN, D., GUITTET, M., and BENNE- JEAN, G. (1995). Evaluation of Different Turkey Rhinotracheitis Viruses used as Antigens for Serological Testing following Live Vaccination and Challenge. Journal of Veterinary Medicine B 42, 175-186.
• GOUGH, R.E. (2003): Avian pneumoviruses. In: Saif YM, Barnes HJ, Glisson JR, Fadly AM, McDougald LR, Swayne DE (eds): Diseases of Poultry. 11th ed. Iowa State Press, Iowa. 93–99.
• HAFEZ, H. M. (1993): The role of pneumovirus in swollen head syndrome of chickens. Dtsch. Tierärztl. Wschr. 99, 486-488.
• HAFEZ, H. M., and LÖHREN U. (1990): Swollen head syndrome: clinical observations and serological examination in West Germany. Dtsch. Tierärzt. Wschr. 97, 322-324.
• JING, L.; COOK J.K.A.; BROWN, T.D.K.; SHAW, K.; CAVANAGH, D. 1993. .Detection of Turkey Rhinotracheitis Virus in turkeys using the polimerase chain reaction.. Avian Pathology 22 : 771-783
• JONES, R. C., BAXTER-JONES C., WILDING G. P. and KELLY D. F. (1986): Demonstration of a candidate virus for turkey rhinotracheitis in experimentally inoculated turkeys. Vet. Rec. 119, 599-600.
• JONES, R. C., NAYLOR C. J., AL-AFALEQ A., WORTHINGTON K. J. and JONES R. (1992): Effect of cyclophosphamide immunosuppression on the immunity of turkeys to viral rhinotracheitis. Res. Vet. Sci. 53, 38-41.
• JUHASZ, K. and EASTON A. J. (1994): Extensive sequence variation in the attachment (G) protein gene of avian pneumovirus: evidence for two distinct subgroups. J. Gen. Virol. 75, 2873-2880.
• MAJÓ, N.; ALLAN, G.M.; O. LOAN, C.J.; PAGÈS, A.; RAMIS, A. 1995. .Asequencial histopathologic and immunocitochemical study of chickens, turkey poults and broiler breeders experimentally infected with Turkey Rhinotracheitis Virus.. Avian Diseases 39 :887-896
• MAJÓ, N.; MARTÍ, M.; O. LOAN, C.J.; ALLAN, G.M.; PAGÈS, A.; RAMIS, A. 1996. .Ultrastructural study of Turkey Rhinotracheitis Virus infection in turbinates of experimentally infected chickens.. Veterinary Microbiology 52 : 37-48
• MARIEN, M., DECOSTERE, A., MARTEL, A., CHIERS, K., FROYMAN, R. and NAUWYNCK, H. (2005). Synergy between avian pneumovirus and Ornithobacterium rhinotracheale in turkeys. Avian Pathology, 34(3): 204–211.
• O’BRIEN, J. D. P. (1985): Swollen head syndrome in broiler breeder. Vet. Rec. 117, 619-620.
• NAYLOR C. J., ALANKARI A. R., ALAFALEQ A. I., BRADBURY J. M., JONES R. C. (1992) Exacerbation of Mycoplasma gallisepticum infection in turkeys by rhinotracheitis virus. Avian Pathology, 21, 295–305.
• NAYLOR, C. J. , SHAW, KR , BRITTON, P. & CAVANAGH, D. (1997): Appearance of type B avian Pneumovirus in great Britain, Avian Pathology, 26:2, 327-338
• OWOADE, A. A., DUCATEZ M. F. and MULLER C. P. (2006): Seroprevalence of avian influenza virus, infectious bronchitis virus, reo virus, avian pneumovirus, infectious laryngotracheitis virus, and avian leukosis virus in Nigerian poultry. Avian Disease. 50, 222-227.
• PANIGRAHY, J-P. SENNE D. A., PEDERSEN J. C., GIDELWSKI T.. EDSON R.K. (2000): Experimental and serologic observations on avian pneumovirus (APV/turkey/Colorado/97) infection in turkeys. Avian Disease. 44; 17-22.
• PICAULT, J. P., GIRAUD P., DROUIN P., GUITTET M., BENNE- JEAN G., LAMANDE J., TOQUIN D. and GUEGUEN C. (1987): Isolation of a TRTV-like virus from chickens with swollen head syndrome. Vet. Rec. 121, 135.
• S. CORELLA, J., FATHI, H., BALESTRIN, G., FERREIRA, V., (2013). Using a live attenuated vaccine against avian metapneumovirus in broiler chickens – a case study. Poultry Focus. June 2013: 40 – 42.
• VAN DE ZANDE, S., NAUWYNCK, H. and PENSAERT, M. (2001). The clinical, pathological and microbiological outcome of an Escherichia coli O2:K1 infection in avian pneumovirus infection in turkeys. Veterinary Microbiology, 81: 353–365.
• VAN LOOCK, M.; LOOTS, K.; VAN DE ZANDE, S.;VAN HEER- DEN, M.; NAUWYNCK, H.; GODDEERIS, B.M. and VANROM- PAY, D. (2006). Pathogenic interactions between Chlamydophila psittaci and avian pneumovirus infections in turkeys. Veterinary Microbiology 112 (2006) 53–63
Artículo publicado en Los Avicultores y su Entorno