Algunas indicaciones para mejorar la fertilidad en yeguas

Alejandro Córdova Izquierdo
Omar Padilla Tovar

RESUMEN

La reproducción equina ha tenido auge en los últimos años, sin embargo, ha existido una baja efectividad en la reproducción debido a que el valor económico de los ejemplares por lo común se basa en otras características que no son reproductivas. En este trabajo se describe algunas indicaciones para mejorar la fertilidad en esta especie

INTRODUCCIÓN

El manejo de la reproducción equina ha tomado fuerza durante los últimos años, a tal grado que notablemente se compara con otros sectores de la cría animal; sin embargo, existe una baja efectividad reproductiva en esta especie. Esto se debe a que el valor económico de estos animales reside generalmente en sus logros y éxitos deportivos, en su morfología, en su funcionalidad o en su pedigrí (Ganin, et al. 2017; Requena, 2018), haciendo que de esta manera el animal sea seleccionado por estos desempeños, pero no atendiendo a su fertilidad y dejando de lado toda aptitud reproductiva (Ganin, et al. 2017), lo que a veces conlleva a tener que trabajar con ejemplares de baja fertilidad.

La reproducción y la lactación suponen un aumento muy importante en las necesidades energéticas de la hembra; por consiguiente, en ambientes que muestran cambios estacionales, es importante que el nacimiento de las crías tenga lugar en la estación en la que la disponibilidad de alimento es mayor. La concentración de los partos en una época determinada del año es consecuencia a su vez del control estacional de la actividad sexual; dicha estacionalidad es característica de muchas especies de mamíferos, dicho ritmo se mantiene aún en ausencia de estímulos ambientales y tiene un período determinado (Córdova et al., 2017).

La ovulación y el servicio no son necesariamente sincronizados en el tiempo, de esta forma, es necesario que exista una heterogeneidad dentro de un eyaculado para asegurar que espermatozoides fértiles están presentes en un período de tiempo en el tracto genital femenino. El tiempo de vida de los espermatozoides en el tracto reproductivo de la hembra determina el intervalo máximo desde la inseminación hasta la ovulación. Por otro lado, el éxito de los servicios post ovulatorios depende del tiempo de vida del óvulo y de los requerimientos para la capacitación espermática (Córdova et al., 2017).

DESARROLLO

Cuando los animales se encuentran en anestro se hace uso de protocolos hormonales, que reducen la sensibilidad a la retroalimentación negativa de los estrógenos o estimulan el desarrollo folicular hasta el punto en que el animal produce suficientes estrógenos para generar una elevación preovulatoria de LH (Boeta et al., 2018). En yeguas principalmente, se ha hecho el uso de protocolos hormonales para manipular las ondas foliculares a fin de aumentar el desarrollo y las ovulaciones, ya sea que estén ciclando, estén anestrosas y de transición (etapa de transición entre la época anovulatoria y la época reproductiva de la yegua) (Guinther, 2017; Roser et al., 2019).

Por ejemplo, se puede inducir el estro en yeguas con anestro mediante el alargamiento del fotoperiodo de 4 horas, la mayor parte de los animales tratados ciclan de 4 a 6 semanas antes de lo normal, se puede utilizar la aplicación de progestágeno por 5 días en el anestro tardío, con este tratamiento la mayor parte de las yeguas cicla dentro de una semana después del tratamiento. Otro protocolo es la aplicación de prostaglandinas por vía intrauterina, intramuscular o subcutánea, cuando se palpa un folículo de más de 35 mm de diámetro, presentándose el estro 2 a 4 días después y la ovulación ocurre de 7 a 12 días después de la inyección.

Debe considerarse que el cuerpo lúteo es refractario a la prostaglandina los primeros 5 días y la dosis óptima es de 3.0 mg por vía I.M. de alfaprostol. Otra alternativa es la utilización de progestágenos para acelerar el inicio de la actividad ovárica regular. Para ello se puede utilizar el progestágeno sintético altrenogest -nombre comercial Regumate®- que se administra cada día en forma oral durante 10 días, o bien los dispositivos intravaginales liberadores de progesterona (CIDR, PRID) que también se retiran después de 10 días (Boeta et al., 2018). La fase folicular en yeguas es relativamente larga, con una longitud media informada de 7,6 días y un rango de 2 a 14 días.

Algunas indicaciones para mejorar la fertilidad en yeguas fertilidad en yeguas 1

Además, el diámetro folicular preovulatorio el día anterior a la ovulación es muy variable entre las yeguas, que varía de 31 a 59 mm. Todas estas peculiaridades hacen que sea difícil predecir con precisión el día de la ovulación y, por lo tanto, estimar el momento óptimo para criar con éxito una yegua, especialmente cuando el semen utilizado es de corta duración. Para superar la imprevisibilidad del día de la ovulación en la yegua, el uso de fármacos inductores de la ovulación es una práctica común en la reproducción equina. La gonadotropina coriónica humana (hCG) se ha utilizado para inducir la ovulación en yeguas desde principios de la década de 1930.

La ovulación ocurre típicamente entre 36 y 42 horas después del tratamiento de yeguas en celo con 1.500 UI de hCG. Sin embargo, se sabe que después de la administración repetida de hCG, algunas yeguas desarrollan anticuerpos que reducen significativamente la eficacia de hCG. A pesar de esta desventaja, la hCG sigue siendo uno de los medicamentos más utilizados para la inducción de la ovulación en la yegua, aunque esto no se ha investigado críticamente.

Un método alternativo para inducir la ovulación en la yegua es el uso de agonistas de GnRH, como buserelina, deslorelina o histrelina. Estas drogas inducen la liberación de la hormona luteinizante de la adenohipófisis y tienen la ventaja sobre la hCG de que su eficacia no se reduce después del uso repetido. En los Estados Unidos, varias formulaciones de deslorelina o histrelina inyectables están ahora disponibles comercialmente para su uso en caballos. Sin embargo, en la mayoría de los países europeos, los únicos agonistas de GnRH autorizados para la inducción de la ovulación en yeguas son un implante subcutáneo de 2.1 mg de deslorelina (Ovuplant-Dechra) y buserelina inyectable (Receptal, 4 μg / ml de buserelina, MSD Animal Health, Cambridge, REINO UNIDO).

Se ha demostrado que el ovuplante es confiable para inducir la ovulación porque más del 90% de las yeguas ovularon dentro de las 48 horas de la administración. Sin embargo, se ha informado que la liberación continua de deslorelina del implante subcutáneo después de la ovulación induce un intervalo interovulatorio más prolongado (IOI), que puede ser perjudicial para el manejo reproductivo eficiente de los donantes de ET o yeguas que no conciben. Receptal (buserelina) también se puede utilizar para inducir la ovulación en la yegua. Sin embargo, debido a la baja concentración de buserelina en el producto comercial (4 μg / ml), el protocolo propuesto requiere mano de obra intensiva, que requiere de 3 a 4 tratamientos (13-20 μg cada 6-12 horas) para una inducción confiable de la ovulación. Por otro lado, se ha demostrado que un solo tratamiento con dosis más altas (es decir, 0.5–6 mg) de buserelina induce la ovulación oportuna en yeguas y en jennies (es decir, 0,04–3,3 mg).

A pesar del prometedor resultado de un tratamiento único de buserelina para inducir la ovulación, el uso de este medicamento no parece estar muy extendido en Europa, posiblemente debido a que no está disponible a través de medicamentos veterinarios. Proveedores de compuestos en la concentración correcta. El producto comercial buserelina (Suprefact, Sanofi-Aventis) utilizado por Levy y Duchamp, Camillo et al., y Normandin et al., se comercializa para su uso en humanos (inducción de la ovulación y tratamiento del cáncer de próstata), pero no en caballos (Newcombe y Cuervo 2017).

Artículo publicado en “Entorno Ganadero Junio Julio 2023

Alejandro Córdova Izquierdo
Alejandro Córdova Izquierdo
Médico Veterinario y Zootecnista. Posgrado de Maestría en Biología de la Reproducción y Doctorado en Reproducción Animal en el área de la conservación seminal y fecundación in vitro Por la Universidad Complutense de Madrid, España. Profesor-Investigador de tiempo completo en la Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Xochimilco (UAM-X) de la Ciudad de México desde 1980. Profesor con Perfil deseable en el Programa de Mejoramiento del Profesorado de la Secretaría de Educación Pública de México. Colaborador durante estancia sabática 2012 y 2013 como Profesor-Investigador de Tiempo Completo en la División Académica de Ciencias Agropecuarias de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, México en donde imparte las asignaturas de Fisiología de la Lactación; Reproducción Animal Especializada; Comportamiento, manejo y Bienestar Animal; Farmacología y Toxicología Veterinaria y Clínica de Bovinos. Certificado en Clínica Reproductiva de Bovinos y Cerdos por el Consejo Nacional de Educación Veterinaria (CONEVET). Líder del Cuerpo Académico Salud y Bienestar Animal y responsable del Proyecto de Investigación uso de antioxidantes en la conservación del semen de cerdo en la UAM-X, colaborador en diversos proyectos de investigación de Universidades de la República Mexicana y ha participado como ponente en diversos congresos nacionales e internacionales. Ha publicado más de 100 artículos científicos y de divulgación en revistas indexadas y de divulgación; ha participado en eventos nacionales e internacionales. Es integrante del Sistema Nacional de Investigadores del Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) México. Tiene publicado varios libros y varios capítulo relacionados con temas de Ciencias veterinarias.
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